Législation communautaire en vigueur Document 390L0207 Chapitres du répertoire où le document peut être trouvé: [ 13.30.16 - Cosmétiques ] Actes modifiés: 382L0434 (Modification) 390L0207 Directive 90/207/CEE de la Commission du 4 avril 1990 modifiant la deuxième directive 82/434/CEE concernant le rapprochement des législations des États membres relatives aux méthodes d'analyse nécessaires au contrôle de la composition des produits cosmétiques Journal officiel n° L 108 du 28/04/1990 p. 0092 - 0101 Edition spéciale finnoise ...: Chapitre 13 Tome 19 p. 177 Edition spéciale suédoise ...: Chapitre 13 Tome 19 p. 177 Texte: ***** DIRECTIVE DE LA COMMISSION du 4 avril 1990 modifiant la deuxième directive 82/434/CEE concernant le rapprochement des législations des États membres relatives aux méthodes d'analyse nécessaires au contrôle de la composition des produits cosmétiques (90/207/CEE) LA COMMISSION DES COMMUNAUTÉS EUROPÉENNES, vu le traité instituant la Communauté économique européenne, considérant que la deuxième directive 82/434/CEE de la Commission, du 14 mai 1982, concernant le rapprochement des législations des États membres relatives aux méthodes d'analyse nécessaires au contrôle de la composition des produits cosmétiques (1), prévoit une méthode d'analyse commune concernant l'identification et le dosage du formaldéhyde libre; considérant que, au vu des nouvelles données scientifiques et techniques, il s'est révélé nécessaire de modifier cette méthode d'analyse; considérant que les mesures prévues à la présente directive sont conformes à l'avis du comité pour l'adaptation au progrès technique des directives visant à l'élimination des entraves techniques aux échanges dans le secteur des produits cosmétiques, A ARRÊTÉ LA PRÉSENTE DIRECTIVE: Article premier Le chapitre IV de l'annexe de la directive 82/434/CEE est remplacé par le texte repris à l'annexe de la présente directive. Article 2 Les États membres mettent en vigueur les dispositions législatives, réglementaires et administratives nécessaires pour se conformer à la présente directive au plus tard le 31 décembre 1990. Ils en informent immédiatement la Commission. Les dispositions adoptées en vertu du premier alinéa se réfèrent explicitement à la présente directive. Article 3 Les États membres sont destinataires de la présente directive. Fait à Bruxelles, le 4 avril 1990. Par la Commission Karel VAN MIERT Membre de la Commission (1) JO no L 185 du 30. 6. 1982, p. 1. ANNEXE « IV. IDENTIFICATION ET DOSAGE DU FORMALDÉHYDE LIBRE 1.2 // 1. // OBJET ET CHAMP D'APPLICATION // // La méthode comporte une identification et deux dosages selon la présence ou non de donneurs de formaldéhyde. Elle est applicable à tous les produits cosmétiques. // 1.1. // Identification // 1.2. // Dosage global par colorimétrie à l'acétylacétone // // Cette méthode s'applique lorsque le formaldéhyde est utilisé seul ou avec d'autres conservateurs non donneurs de formaldéhyde. // // Dans le cas contraire, et si le résultat dépasse la concentration maximale autorisée dans le produit fini, on utilise la méthode de conformation suivante. // 1.3. // Dosage en présence de donneurs de formaldéhyde: // // Dans la méthode précédente, lors de la dérivation, les donneurs de formaldéhyde sont clivés et conduisent à des résultats trop élevés (formaldéhyde libre et combiné). // // Il est impératif de séparer le formaldéhyde libre par une chromatographie liquide. // 2. // DÉFINITION // // La teneur de l'échantillon en formaldéhyde libre déterminée selon cette méthode est exprimée en pourcentage de la masse de formaldéhyde. // 3. // IDENTIFICATION // 3.1. // Principe // // Le formaldéhyde libre et combiné donne, en milieu sulfurique, une coloration rose ou mauve en présence du réactif de Schiff. // 3.2. // Réactifs // // Tous les réactifs doivent être de qualité analytique et l'eau doit être déminéralisée. // 3.2.1. // Fuchsine // 3.2.2. // Sulfite de sodium hydraté à 7 H2O // 3.2.3. // Acide chlorhydrique concentré (d=1,19) // 3.2.4. // Acide sulfurique environ 1 M // 3.2.5. // Réactif de Schiff // // Dans un bécher, peser 100 mg de fuchsine (point 3.2.1); les dissoudre dans 75 ml d'eau à 80 °C; après refroidissement, ajouter 2,5 g de sulfite de sodium (point 3.2.2) et 1,5 ml d'acide chlorhydrique (point 3.2.3); compléter à 100 ml; durée de conservation: 2 semaines. // 3.3. // Mode opératoire // 3.3.1. // Dans un bécher de 10 ml, introduire environ 2 g d'échantillon. // 3.3.2. // Ajouter 2 gouttes de H2SO4 (point 3.2.4) et 2 ml de réactif de Schiff (point 3.2.5). Ce réactif doit être rigoureusement incolore au moment de l'emploi. // // Agiter, laisser en contact 5 mn. // 3.3.3. // Si, dans les 5 mn, une coloration rose ou mauve est observée, la quantité de formaldéhyde présente est supérieure à 0,01 %. // // Procéder alors au dosage du formaldéhyde libre et combiné selon le point 4 et, si nécessaire le point 5. // 4. // DOSAGE GLOBAL PAR COLORIMÉTRIE À L'ACÉTYLACÉTONE // 4.1. // Principe // // Le formaldéhyde réagit avec l'acétylacétone en présence d'acétate d'ammonium pour former le 3-5 diacétyl-1-4-dihydrolutidine. Celui-ci est extrait avec le butanol-1. L'absorbance de l'extrait est mesurée à 410 nm. // 4.2. // Réactifs // // Tous les réatifs doivent être de qualité analytique et l'eau doit être déminéralisée. // 4.2.1. // Acétate d'ammonium anhydre // 4.2.2. // Acide acétique concentré d204 = 1,05 // 4.2.3. // Acétylacétone fraichement distillée sous pression réduite 25 mm Hg 25° et ne devant présenter aucune absorption à 410 nm // 4.2.4. // Butanol-1 // 4.2.5. // Acide chlorhydrique 1 M // 4.2.6. // Acide chlorhydrique environ 0,1 M // 4.2.7. // Hydroxyde de sodium 1 M // 4.2.8. // Empois d'amidon fraichement préparé selon la pharmacopée européenne (1 g/50 ml d'eau) (2e édition 1980, partie I-VII-1-1) // 4.2.9. // Formaldéhyde à 37-40 % // 4.2.10. // Solution titrée d'iode 0,05 M // 4.2.11. // Solution titrée de thiosulfate de sodium 0,1 M // 4.2.12. // Réactif à l'acétylacétone // // Dans une fiole jaugée de 1 000 ml, dissoudre: // // - 150 g d'acétate d'ammonium (point 4.2.1), // // - 2 ml d'acétylacétone (point 4.2.3), // // - 3 ml d'acide acétique (point 4.2.2). // // Compléter à 1 000 ml avec de l'eau (pH de la solution environ 6,4). // // Ce réactif doit être fraichement préparé. // 4.2.13. // Réactif (point 4.2.12) sans acétylacétone // 4.2.14. // Formaldéhyde étalon: solution mère // // Dans une fiole jaugée de 1 000 ml, introduire 5 g de formaldéhyde (point 4.2.9) et compléter à 1 000 ml avec de l'eau. // // Détermination du titre de la solution mère. // // Prélever 10,00 ml, ajouter 25,00 ml de solution titrée d'iode (point 4.2.10) et 10 ml de solution hydroxyde de sodium (point 4.2.7). // // Laisser reposer 5 mn. // // Acidifier par 11 ml d'HCL (point 4.2.5) et doser l'iode en excès par une solution titrée de thiosulfate de sodium (point 4.2.11) en présence d'empois d'amidon comme indicateur. // // 1 ml de solution d'iode (point 4.2.10) consommé correspond à 1,5 mg de formaldéhyde. // 4.2.15. // Formaldéhyde étalon: solution diluée // // Réaliser successivement une dilution au 1/20 puis une dilution au 0/100 de la solution mère dans l'eau. // // 1 ml de cette solution contient environ 1 mg de formaldéhyde. // // Calculer sa teneur exacte. // 4.3. // Appareillage // 4.3.1. // Matériel courant de laboratoire // 4.3.2. // Filtre « séparateur de phase » réf. Whatman 1 PS (ou équivalent) // 4.3.3. // Centrifugeuse // 4.3.4. // Bain-marie réglé à 60 °C // 4.3.5. // Spectrophotomètre // 4.3.6. // Cuves de verre de 1 cm de parcours optique // 4.4. // Mode opératoire // 4.4.1. // Solution échantillon // // Dans une fiole jaugée de 100 ml, peser à 0,001 g près une masse d'échantillon pour essai (en g) correspondant à une quantité présumée de formaldéhyde d'environ 150 mg. // // Compléter à 100 ml avec de l'eau et mélanger (solution S). // // [vérifier que le pH est voisin de 6, sinon effectuer la dilution dans la solution d'acide chlorhydrique (point 4.2.6)] // // Dans une fiole conique de 50 ml, ajouter: // // - 10,00 ml de solution S, // // - 5,00 ml de réactif à l'acétylacétone (point 4.2.12) et de l'eau pour obtenir un volume de 30 ml. // 4.4.2. // Solution témoin // // L'interférence éventuelle d'une coloration de fond dans l'échantillon pour essai est éliminée de la manière suivante: // // Dans une fiole conique de 50 ml, ajouter: // // - 10,00 ml de solution S, // // - 5,00 ml du réactif (point 4.2.13) et de l'eau pour obtenir un volume de 30 ml. // 4.4.3. // Essai à blanc // // Dans une fiole conique de 50 ml, ajouter: // // 5,00 ml de réactif à l'acétylacétone (point 4.2.12) et de l'eau pour obtenir un volume de 30 ml. // 4.4.4. // Dosage // 4.4.4.1. // Agiter les mélanges préparés aux points 4.4.1, 4.4.2 et 4.4.3. Immerger les fioles coniques dans un bain-marie à 60 °C pendant exactement 10 mn. Refroidir pendant 2 mn dans un bain d'eau glacée. // 4.4.4.2. // Transvaser dans une ampoule à décanter de 50 ml contenant exactement 10 ml de butanol-1 (point 4.2.4). Rincer avec 3 à 5 ml d'eau. Agiter fortement le mélange pendant 30 s exactement. Laisser décanter. // 4.4.4.3. // Filtrer la phase butanolique sur filtre « séparateur de phase » (point 4.3.2) dans les cuves de mesure. // // Une centrifugation (3 000 g pendant 5 mn) est également utilisable. // 4.4.4.4. // Mesurer l'absorbance A1 à 410 nm de l'extrait de la solution échantillon obtenue au point 4.4.1 contre l'extrait de la solution témoin du point 4.4.2. // 4.4.4.5. // De la même façon, mesurer l'absorbance A2 de l'extrait de l'essai à blanc obtenu au point 4.4.3 contre du butanol-1. // // NB: Toutes ces opérations doivent être exécutées dans un délai de 25 mn à partir du moment où la fiole conique est placée dans le bain-marie à 60 °C. // 4.4.5. // Courbe d'étalonnage // 4.4.5.1. // Dans une fiole conique de 50 ml, introduire: // // - 5,00 ml de solution étalon diluée (point 4.2.15), // // - 5,00 ml de réactif à l'acétylacétone (point 4.2.12) et de l'eau pour obtenir un volume final de 30 ml. // 4.4.5.2. // Continuer selon les indications (point 4.4.4) et mesurer l'absorbance par rapport au butanol-1 (point 4.2.4). // 4.4.5.3. // Répéter le processus avec 10, 15, 20 et 25 ml de solution étalon diluée (point 4.2.15). // 4.4.5.4. // Pour obtenir la valeur du point 0 (correspondant à la coloration des réactifs) procéder comme au point 4.4.4.5. // 4.4.5.5. // Construire la courbe d'étalonnage après soustraction de la valeur du point 0 de chacune des absorbances obtenues aux points 4.4.5.1 et 4.4.5.3. // // La loi de Beer est respectée jusqu'à 30 mg de formaldéhyde. // 4.5. // Calculs // 4.5.1. // Soustraire A2 de A1 et lire sur la courbe d'étalonnage (point 4.4.5.5) la quantité C exprimée en microgrammes de formaldéhyde contenue dans la solution du point 4.4.1. // 4.5.2. // La teneur en formaldéhyde de l'échantillon (% m/m) est calculée selon la formule: 1.2.3 // // Formaldéhyde % = // C 103 ; m 1.2 // // o: // // m = masse en g de la prise d'essai. 1.2 // 4.6. // Répétabilité (1) // // Pour une teneur en formaldéhyde de 0,2 %, la diférence entre les résultats de 2 dosages parallèles effectués sur le même échantillon ne doit pas dépasser 0,005 % pour le dosage colorimétrique à l'acétylacétone. // // Si le dosage du formaldéhyde libre conduit à des résultats supérieurs à ceux prévus dans la directive 76/768/CEE, à savoir: // // a) compris entre 0,05 et 0,2 % sur produit non étiqueté; // // b) supérieurs à 0,2 % sur produit étiqueté ou non, il y a obligation d'opérer selon la méthode décrite au point 5. // 5. // DOSAGE EN PRÉSENCE DE DONNEURS DE FORMALDÉHYDE // 5.1. // Principe // // Le formaldéhyde séparé est transformé en dérivé lutidinique jaune par réaction en ligne avec l'acétylacétone dans un réacteur postcolonne. Le dérivé formé est dosé par absorbance à 420 nm. // 5.2. // Réactifs // // Tous les réactifs doivent être de qualité analytique et l'eau doit être déminéralisée. // 5.2.1. // Eau de qualité HPLC // 5.2.2. // Acétate d'ammonium anhydre // 5.2.3. // Acide acétique // 5.2.4. // Acétylacétone (conservée à 4 °C) // 5.2.5. // Phosphate disodique anhydre // 5.2.6. // Acide orthophosphorique à 85 % (d = 1,7) // 5.2.7. // Méthanol // 5.2.8. // Dichlorométhane // 5.2.9. // Formaldéhyde à 37 - 40 % // 5.2.10. // Hydroxyde de sodium 1 M // 5.2.11. // Acide chlorhydrique 1 M // 5.2.12. // Acide chlorhydrique 0,002 M // 5.2.13. // Empois d'amidon fraîchement préparé selon la pharmacopée européenne // 5.2.14. // Solution titrée d'iode 0,05 M // 5.2.15. // Solution titrée de thiosulfate de sodium 0,1 M // 5.2.16. // Phase mobile // // Solution aqueuse de phosphate disodique (point 5.2.5) 0,006 M ajustée à pH 2,1 avec de l'acide orthophosphorique (point 5.2.6). // 5.2.17. // Réactif postcolonne // // Dissoudre dans une fiole jaugée de 1 000 ml: // // - 62,5 g d'acétate d'ammonium (point 5.2.2), // // - 7,5 ml d'acide acétique (point 5.2.3), // // - 5 ml d'acétylacétone (point 5.2.4). // // Compléter à 1 000 ml avec de l'eau (point 5.2.1). // // Maintenir ce réactif à l'abri de la lumière. // // Conservation au maximum 3 jours à 25 °C. // // On ne doit pas observer d'évolution de couleur. // 5.2.18. // Formaldéhyde étalon: solution mère // // Dans une fiole jaugée de 1 000 ml, introduire 10 g de formaldéhyde (point 5.2.9) et compléter à 1 000 ml avec de l'eau. // // Détermination du titre de la solution mère: prélever 5,00 ml, ajouter 25,00 ml de la solution titrée d'iode (point 5.2.14) et 10 ml, de solution d'hydroxyde de sodium (point 5.2.10). // // Laisser reposer 5 mn. Acidifier par 11,00 ml d'HCL (point 5.2.11) et doser l'iode en excès par une solution titrée de thiosulfate de sodium (point 5.2.15) en présence d'empois d'amidon (point 5.2.13) comme indicateur. // // 1 ml de solution d'iode (point 5.2.14) consommée correspond à 1,5 (1) Selon la norme ISO 5725. // 5.2.19. // Formaldéhyde étalon: solution diluée // // Réaliser une dilution au 1/100 de la solution mère dans la phase mobile (point 5.2.16). 1 ml de cette solution contient environ 37 mg de formaldéhyde. Calculer sa teneur exacte. // 5.3. // Appareillage // 5.3.1. // Matériel courant de laboratoire // 5.3.2. // Une pompe HPLC sans pulsations // 5.3.3. // Une pompe basse pression sans pulsations pour le réactif (ou une deuxième pompe HPLC de mêmes caractéristiques que la première) // 5.3.4. // Une vanne d'injection munie d'une boucle de 10 ml // 5.3.5. // Réacteur postcolonne comprenant les éléments suivants: // // 1 ballon 3 tubulures de 1 l, // // + 1 chauffe ballon de 1 l // // + 2 colonnes Vigreux à 10 plateaux minimum (réfrigérant à air) // // + tube inox (pour échange thermique) de 1,6 mm - diamètre intérieur: 0,23 mm - longueur: 400 mm // // + tube Téflon de 1,6 mm - diamètre intérieur: 0,30 mm - longueur: 5 m (tricotin) (voir appendice 1) // // + 1 Té sans volume mort (Valco ou équivalent) // // + 3 raccords Union sans volume mort // // OU: un module postcolonne du type Applied Biosystems PCRS 520 ou équivalent muni d'un réacteur de 1 ml // 5.3.6. // Membrane filtrante 0,45 m // 5.3.7. // Cartouche SEP PAKR C18 (ou équivalent) // 5.3.8. // Colonnes prêtes à l'emploi // // - Bischoff hypersil RP 18 (type NC réf. C 25.46 1805) (5 m - longueur = 250 mm - diam. int. = 4,6 mm) // // - ou Dupont, Zorbax ODS (5 m - longueur = 250 mm - diam. int. = 4,6 mm) // // - ou Phase SEP, sphérisorb ODS 2 (5m - longueur = 250 mm - diam. int. = 4,0 mm) // 5.3.9. // Précolonne // // Bischoff K1 Hypersil RP 18 (réf. KL G 6301 1805) ou équivalente (5m - longueur = 10 mm) // 5.3.10. // La colonne et la précolonne sont connectées par un système Ecotube (réf. A 15020508 Bischoff) ou équivalent // 5.3.11. // Réaliser le montage (point 5.3.5) selon le schéma de l'appendice 2. // // Les connections après la valve d'injection doivent être les plus courtes possible. // // Dans ce cas, le tube inox placé entre la sortie du réacteur et l'entrée du détecteur a pour but de refroidir le mélange avant la détection et la température dans le détecteur n'est pas connue mais constante. // 5.3.12. // Détecteur UV/visible // 5.3.13. // Enregistreur // 5.3.14. // Centrifugeuse // 5.3.15. // Bain ultrasons // 5.3.16. // Agitateur vibrant (type Vortex ou équivalent) // 5.4. // Mode opératoire // 5.4.1. // Courbe d'étalonnage // // Elle est effectuée par la mesure de la hauteur des pics en fonction de la concentration. // // Les solutions standards sont préparées par dilution de la solution diluée de formaldéhyde étalon (point 5.2.19) avec la phase mobile (point 5.2.16). // // - 1,00 ml de solution étalon (point 5.2.19) diluée à 20,00 ml (environ 185 mg/100 ml), // // - 2,00 ml de solution étalon (point 5.2.19) diluée à 20,00 ml (environ 370 mg/100 ml), // // - 5,00 ml de solution étalon (point 5.2.19) diluée à 25,00 ml (environ 740 mg/100 ml), // // - 5,00 ml de solution étalon (point 5.2.19) diluée à 20,00 ml (environ 925 mg/100 ml). // // Les solutions standards sont stockées pendant une heure à la température du laboratoire et doivent être fraîchement préparées. // // La linéarité de la courbe d'étalonnage est bonne pour des concentrations de 1,00 à 15,00 mg/ml. // 5.4.2. // Préparation des échantillons // 5.4.2.1. // Cas des émulsions (crèmes, fonds de teint, eyeliners) // // Peser dans un flacon bouché de 100 ml, à 0,001 g près, une masse (m) d'échantillon (en g) correspondant à une quantité présumée de formaldéhyde d'environ 100 mg. // // Ajouter 20 ml de dichlorométhane (point 5.2.8) et 20,00 ml d'acide chlorhydrique (point 5.2.12). // // Mélanger à l'agitateur vibrant (point 5.3.16) et aux ultrasons (point 5.3.15). // // Séparer les deux phases par centrifugation (3 000 g pendant 2 mn). Par ailleurs, laver une cartouche (poiont 5.3.7) avec 2 ml de méthanol (point 5.2.7), puis la conditionner avec 5 ml d'eau (point 5.2.1). // // Faire passer 4 ml de la phase aqueuse de l'extrait à travers la cartouche conditionnée, éliminer les premiers 2 ml et récupérer la fraction suivante. // 5.4.2.2. // Cas des lotions et shampooings // // Peser dans un flacon bouché de 100 ml, à 0,001 g près, une masse (m) d'échantillon (en g) correspondant à une quantité présumée de formaldéhyde d'environ 500 mg. // // Compléter à 100 ml avec la phase mobile (point 5.2.16). // // La solution est filtrée sur membrane filtrante (point 5.3.6) et injectée ou passée au travers d'une cartouche (point 5.3.7) conditionnée comme au point 5.4.2.1. // // Toutes les solutions doivent être injectées extemporanément. // 5.4.3. // Conditions chromatographiques // // - Débit de la phase mobile: 1 ml/mn, // // - débit du réactif: 0,5 ml/mn, // // - débit total en sortie du détecteur: 1,5 ml/mn, // // - volume injecté: 10 ml, // // - température d'élution: dans les séparations difficiles, la colonne est immergée dans un bain de glace fondante: attendre l'équilibrage des températures (15 à 20 mn), // // - température réaction post-colonne: 100 °C, // // - détection: 420 nm. // // NB: L'ensemble du système chromatographique et postcolonne doit être rincé à l'eau (point 5.2.1) après utilisation. Dans le cas d'un arrêt supérieur à deux jours, ce rinçage est suivi par un rinçage au méthanol. Avant de reconditionner le système, effectuer un passage à l'eau pour éviter les recristallisations. // 5.5. // Calculs // // Cas des émulsions (point 5.4.2.1) // // Teneur en formaldéhyde % (m/m): 1.2.3.4 // // C ; 10-6 ; 100 5 m // = // C ; 10-4 5 m 1.2 // // Psas des lotions et siampooings (point 5.4.2.2): // // Tenethr en formaldíyde: 1.2.3.4 // // PS ; 10-6 ; 100 m // = // C ; 10-4 m 1.2 // // o: // // m = la masse en grammes de l'psiantillon sothmis 1l'analyse // // PS = la psonpsentration en mg/100 ml en formaldéhyde lue sur la courbe étalon (point 5.4.1). // 5.6. // Répétabilité (1) // // Pour une teneur en formaldéhyde de 0,05 %, la différence entre les résultats de deux dosages parallèles effectués sur le même échantillon ne doit pas dépasser 0,001 %. // // Pour une teneur en formaldéhyde de 0,2 %, la différence entre les résultats de deux dosages parallèles effectués sur le même échantillon ne doit pas dépasser 0,005 %. » mg de formaldéhyde. (1) Selon la norme ISO 5725. Appendice 1 CONFECTION D'UN TRICOTIN ACCESSOIRES UTILISÉS POUR LA RÉALISATION DU « TRICOTIN » - 1 bobine en bois: diamètre extérieur de 5 cm, au milieu de laquelle sera percé un trou de 1,5 cm. Quatre pointes en acier seront plantées de façon équidistante (voir schéma de la bobine en fig. 1 et fig. 2). Écart entre 2 pointes 1,8 cm et plantées à 0,5 cm en retrait du trou. - 1 tige rigide (genre crochet) pour réaliser les boucles à partir de tube Téflon. - Tube Téflon de 1,6 mm; diamètre intérieur: 0,3 mm; longueur: 5 m. RÉALISATION DU « TRICOTIN » Pour démarrer le tricotin, il faut enfiler le tube Téflon de haut en bas par le trou central de la bobine (en laissant dépasser de la face inférieure environ 10 cm de tube, ce qui permettra de tirer légèrement sur la chaînette en cours de confection) puis enrouler le tube autour de chacune des 4 pointes pour faire le premier tour (voir fig. 3). L'entrée et la sortie du tricotin seront garnies de ferrules et de vis de compression; attention à ne pas écraser le Téflon au sertissage. À partir du deuxième rang, faire passer le tube par l'extérieur de chaque pointe pour former ensuite une boucle de la façon suivante: - faire passer le tube du rang inférieur sur le tube du rang supérieur à l'aide de la tige rigide (voir fig. 4). Ce travail est répété sur chacune des pointes en respectant l'ordre 1 - 2 - 3 - 4 et ce, jusqu'à concurrence des 5 m ou de la longueur désirée. Laisser environ 10 cm de tube pour fermer la chaînette. Passer le tube dans chacune des 4 boucles, tirer légèrement: la chaînette est ainsi fermée. NB: Il existe sur le marché des tricotins confectionnés pour les réactions postcolonne (Supelco). Schéma de la bobine 1.2.3 // Figure 1 Figure 2 // // Figure 3 1er tour Figure 4 2e tour Pour former la boucle prendre le tube inférieur (en plein) et le passer sur le 2e tube (en pointillé) Figure 5 Appendice 2 1.2 // 1 // = pompe HPLC (point 5.3.2) // 2 // = vanne d'injection (point 5.3.4) // 3 // = colonne avec précolonne // 4 // = pompe réactif // 5 // = té sans volume mort // 5' // = té (Vortex) // 6-6' // = raccord Union sans volume mort // 7 // = tricotin // 7' // = réacteur // 8 // = ballon 3 tubulures avec eau bouillante // 9 // = chauffe-ballon // 10 // = réfrigérant // 11 // = tube inox échangeur thermique // 11' // = échangeur thermique // 12 // = détecteur UV/visible // 13 // = module postcolonne PCRS 520 5.3.5. 5.3.6. Éluant Réactifs » On ne doit pas observer d'évolution de couleur . 5.2.18 . Formaldéhyde étalon : solution mère // Dans une fiole jaugée de 1 000 ml, introduire 10 g de formaldéhyde ( point 5.2.9 ) et compléter à 1 000 ml avec de l'eau . // Détermination du titre de la solution mère : prélever 5,00 ml, ajouter 25,00 ml de la solution titrée d'iode ( point 5.2.14 ) et 10 ml, de solution d'hydroxyde de sodium ( point 5.2.10 ). // Laisser reposer 5 mn . Acidifier par 11,00 ml d'HCL ( point 5.2.11 ) et doser l'iode en excès par une solution titrée de thiosulfate de sodium ( point 5.2.15 ) en présence d'empois d'amidon ( point 5.2.13 ) comme indicateur . // 1 ml de solution d'iode ( point 5.2.14 ) consommée correspond à ( 1 ) Selon la norme ISO 5725 . 5.2.19 . Formaldéhyde étalon : solution diluée // Réaliser une dilution au 1/100 de la solution mère dans la phase mobile ( point 5.2.16 ). 1 ml de cette solution contient environ 37 *g de formaldéhyde . Calculer sa teneur exacte . 5.3 . Appareillage 5.3.1 . Matériel courant de laboratoire 5.3.2 . Une pompe HPLC sans pulsations 5.3.3 . Une pompe basse pression sans pulsations pour le réactif ( ou une deuxième pompe HPLC de mêmes caractéristiques que la première ) 5.3.4 . Une vanne d'injection munie d'une boucle de 10 *l 5.3.5 . Réacteur postcolonne comprenant les éléments suivants : // 1 ballon 3 tubulures de 1 l, // + 1 chauffe ballon de 1 l // + 2 colonnes Vigreux à 10 plateaux minimum ( réfrigérant à air ) // + tube inox ( pour échange thermique ) de 1,6 mm _ diamètre intérieur : 0,23 mm _ longueur : 400 mm // + tube Téflon de 1,6 mm _ diamètre intérieur : 0,30 mm _ longueur : 5 m ( tricotin ) ( voir appendice 1 ) // + 1 Té sans volume mort ( Valco ou équivalent ) // + 3 raccords Union sans volume mort // OU : un module postcolonne du type Applied Biosystems PCRS 520 ou équivalent muni d'un réacteur de 1 ml 5.3.6 . Membrane filtrante 0,45 * 5.3.7 . Cartouche SEP PAKR C18 ( ou équivalent ) 5.3.8 . Colonnes prêtes à l'emploi // _ Bischoff hypersil RP 18 ( type NC réf . C 25.46 1805 ) ( 5 * _ longueur = 250 mm _ diam . int . = 4,6 mm ) // _ ou Dupont, Zorbax ODS ( 5 * _ longueur = 250 mm - diam . int . = 4,6 mm ) // _ ou Phase SEP, sphérisorb ODS 2 ( 5* _ longueur = 250 mm _ diam . int . = 4,0 mm ) 5.3.9 . Précolonne // Bischoff K1 Hypersil RP 18 ( réf . KL G 6301 1805 ) ou équivalente ( 5* _ longueur = 10 mm ) 5.3.10 . La colonne et la précolonne sont connectées par un système Ecotube ( réf . A 15020508 Bischoff ) ou équivalent 5.3.11 . Réaliser le montage ( point 5.3.5 ) selon le schéma de l'appendice 2 . // Les connections après la valve d'injection doivent être les plus courtes possible . // Dans ce cas, le tube inox placé entre la sortie du réacteur et l'entrée du détecteur a pour but de refroidir le mélange avant la détection et la température dans le détecteur n'est pas connue mais constante . 5.3.12 . Détecteur UV/visible 5.3.13 . Enregistreur 5.3.14 . Centrifugeuse 5.3.15 . Bain ultrasons 5.3.16 . Agitateur vibrant ( type Vortex ou équivalent ) 5.4 . Mode opératoire 5.4.1 . Courbe d'étalonnage // Elle est effectuée par la mesure de la hauteur des pics en fonction de la concentration . // Les solutions standards sont préparées par dilution de la solution diluée de formaldéhyde étalon ( point 5.2.19 ) avec la phase mobile ( point 5.2.16 ). // _ 1,00 ml de solution étalon ( point 5.2.19 ) diluée à 20,00 ml ( environ 185 *g/100 ml ), // _ 2,00 ml de solution étalon ( point 5.2.19 ) diluée à 20,00 ml ( environ 370 *g/100 ml ), // _ 5,00 ml de solution étalon ( point 5.2.19 ) diluée à 25,00 ml ( environ 740 *g/100 ml ), // _ 5,00 ml de solution étalon ( point 5.2.19 ) diluée à 20,00 ml ( environ 925 *g/100 ml ). // Les solutions standards sont stockées pendant une heure à la température du laboratoire et doivent être fraîchement préparées . // La linéarité de la courbe d'étalonnage est bonne pour des concentrations de 1,00 à 15,00 *g/ml . 5.4.2 . Préparation des échantillons 5.4.2.1 . Cas des émulsions ( crèmes, fonds de teint, eyeliners ) // Peser dans un flacon bouché de 100 ml, à 0,001 g près, une masse ( m ) d'échantillon ( en g ) correspondant à une quantité présumée de formaldéhyde d'environ 100 *g . // Ajouter 20 ml de dichlorométhane ( point 5.2.8 ) et 20,00 ml d'acide chlorhydrique ( point 5.2.12 ). // Mélanger à l'agitateur vibrant ( point 5.3.16 ) et aux ultrasons ( point 5.3.15 ). // Séparer les deux phases par centrifugation ( 3 000 g pendant 2 mn ). Par ailleurs, laver une cartouche ( poiont 5.3.7 ) avec 2 ml de méthanol ( point 5.2.7 ), puis la conditionner avec 5 ml d'eau ( point 5.2.1 ). // Faire passer 4 ml de la phase aqueuse de l'extrait à travers la cartouche conditionnée, éliminer les premiers 2 ml et récupérer la fraction suivante . 5.4.2.2 . Cas des lotions et shampooings // Peser dans un flacon bouché de 100 ml, à 0,001 g près, une masse ( m ) d'échantillon ( en g ) correspondant à une quantité présumée de formaldéhyde d'environ 500 *g . // Compléter à 100 ml avec la phase mobile ( point 5.2.16 ). // La solution est filtrée sur membrane filtrante ( point 5.3.6 ) et injectée ou passée au travers d'une cartouche ( point 5.3.7 ) conditionnée comme au point 5.4.2.1 . // Toutes les solutions doivent être injectées extemporanément . 5.4.3 . Conditions chromatographiques // _ Débit de la phase mobile : 1 ml/mn, // _ débit du réactif : 0,5 ml/mn, // _ débit total en sortie du détecteur : 1,5 ml/mn, // _ volume injecté : 10 *l, // _ température d'élution : dans les séparations difficiles, la colonne est immergée dans un bain de glace fondante : attendre l'équilibrage des températures ( 15 à 20 mn ), // _ température réaction post-colonne : 100 *C, // _ détection : 420 nm . // NB : L'ensemble du système chromatographique et postcolonne doit être rincé à l'eau ( point 5.2.1 ) après utilisation . Dans le cas d'un arrêt supérieur à deux jours, ce rinçage est suivi par un rinçage au méthanol . Avant de reconditionner le système, effectuer un passage à l'eau pour éviter les recristallisations . 5.5 . Calculs // Cas des émulsions ( point 5.4.2.1 ) // Teneur en formaldéhyde % ( m/m ): 1.2.3.4 // C 10-6 100 5 m = C 10-4 5 m 1.2 // *** *** ******* ** *********** ***** ****** ** *********** 1.2.3.4 // * // 10-6 100 m = C 10-4 m 1.2 // * * ** ***** ** ******* ** *********** ****** ******** * ** ************* ** *g/100 ml en formaldéhyde lue sur la courbe étalon ( point 5.4.1 ). 5.6 . Répétabilité ( 1 ) // Pour une teneur en formaldéhyde de 0,05 %, la différence entre les résultats de deux dosages parallèles effectués sur le même échantillon ne doit pas dépasser 0,001 %. // Pour une teneur en formaldéhyde de 0,2 %, la différence entre les résultats de deux dosages parallèles effectués sur le même échantillon ne doit pas dépasser 0,005 %. " 1,5 mg de formaldéhyde . ( 1 ) Selon la norme ISO 5725 . Appendice 1 CONFECTION D'UN TRICOTIN ACCESSOIRES UTILISES POUR LA REALISATION DU " TRICOTIN " _ 1 bobine en bois : diamètre extérieur de 5 cm, au milieu de laquelle sera percé un trou de 1,5 cm . Quatre pointes en acier seront plantées de façon équidistante ( voir schéma de la bobine en fig . 1 et fig . 2 ). Ecart entre 2 pointes 1,8 cm et plantées à 0,5 cm en retrait du trou . _ 1 tige rigide ( genre crochet ) pour réaliser les boucles à partir de tube Téflon . _ Tube Téflon de 1,6 mm; diamètre intérieur : 0,3 mm; longueur : 5 m . REALISATION DU " TRICOTIN " Pour démarrer le tricotin, il faut enfiler le tube Téflon de haut en bas par le trou central de la bobine ( en laissant dépasser de la face inférieure environ 10 cm de tube, ce qui permettra de tirer légèrement sur la chaînette en cours de confection ) puis enrouler le tube autour de chacune des 4 pointes pour faire le premier tour ( voir fig . 3 ). L'entrée et la sortie du tricotin seront garnies de ferrules et de vis de compression; attention à ne pas écraser le Téflon au sertissage . A partir du deuxième rang, faire passer le tube par l'extérieur de chaque pointe pour former ensuite une boucle de la façon suivante : _ faire passer le tube du rang inférieur sur le tube du rang supérieur à l'aide de la tige rigide ( voir fig . 4 ). Ce travail est répété sur chacune des pointes en respectant l'ordre 1 _ 2 _ 3 _ 4 et ce, jusqu'à concurrence des 5 m ou de la longueur désirée . Laisser environ 10 cm de tube pour fermer la chaînette . Passer le tube dans chacune des 4 boucles, tirer légèrement : la chaînette est ainsi fermée . NB : Il existe sur le marché des tricotins confectionnés pour les réactions postcolonne ( Supelco ). Schéma de la bobine 1.2.3Figure 1 Figure 2 Figure 3 1er tour Figure 4 2e tour Pour former la boucle prendre le tube inférieur ( en plein ) et le passer sur le 2e tube ( en pointillé ) Figure 5 Appendice 2 1.21 = pompe HPLC ( point 5.3.2 ) 2 = vanne d'injection ( point 5.3.4 ) 3 = colonne avec précolonne 4 = pompe réactif 5 = té sans volume mort 5' = té ( Vortex ) 6-6' = raccord Union sans volume mort 7 = tricotin 7' = réacteur 8 = ballon 3 tubulures avec eau bouillante 9 = chauffe-ballon 10 = réfrigérant 11 = tube inox échangeur thermique 11' = échangeur thermique 12 = détecteur UV/visible 13 = module postcolonne PCRS 520 5.3.5 . 5.3.6 . Eluant Réactifs " Fin du document Document livré le: 11/03/1999

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